Определить паразитарную чистоту пресноводных рыб. Паразитологическое исследование. Нужна помощь по изучению какой-либы темы
Паразитологическое исследование
Для паразитологического исследования используют живых или только что уснувших рыб всех возрастных категорий. Берут следующее количество рыб: мальков – 25 экз., сеголетков-15-25 экз., годовиков-10-15 экз., остальных возрастных групп по 3-5 экз.
Исследование проводят в следующем порядке: кожа, плавники, ротовая полость, жабры, глаза, кровь, сердце, брюшная полость (печень, селезенка, плавательный пузырь, мочевой пузырь, желчный пузырь, почки, половые железы, кишечник), мышцы, головной и спинной мозг.
Результаты исследований вносят в рабочий журнал, где указывают дату, место вылова рыбы, пол, возраст, массу и длину рыбы, данные паразитологического исследования с предварительным и окончательным определением паразитов.
Для обнаружения трипанозом и криптобий у рыбы берут кровь из сердца и делают мазки.
Для предотвращения свертывания крови добавляют 1 %-ный раствор лимоннокислого натрия, накрывают покровным стеклом и микроскопируют. Чтобы мазок не высыхал, края покровного стекла смазывают вазелином. Одновременно несколько мазков крови высушивают на воздухе, фиксируют в метиловом спирте, окрашивают по Романовскому – Гимзе или гематоксилином и микроскопируют.
Кожный покров. При наружном осмотре кожного покрова и плавников собирают всех паразитов, видимых простым глазом: паразитических ракообразных, пиявок, нематод и других (их предварительно определяют и фиксируют для последующего изучения). Затем скальпелем снимают слизь со всей поверхности тела (мальки, сеголетки, годовики) или с нескольких участков (крупные рыбы) и с плавников, микроскопируют, помещают ее на предметное стекло и смешивают с 2-3 каплями прокипяченной и остуженной воды. Накрывают покровным стеклом и просматривают сначала под лупой, а затем под малым увеличением микроскопа. Возбудителя костиоза можно обнаружить только при среднем увеличении микроскопа. Кроме возбудителей костиоза, на коже рыб паразитируют другие жгутиконосцы, инфузории, моногенетические сосальщики и др. Обнаруживают также споровиков, локализирующихся в дермальных бугорках. Под кожей, в подчешуйных кармашках и в лучах хвостового и спинного плавников иногда находят нематод.
Крупных паразитов (рачков, гельминтов) подсчитывают в абсолютных числах, а мелких (споровиков, инфузорий и других простейших) – в относительных, то есть учитывают число паразитов в десяти полях зрения микроскопа и определяют средние показатели. При этом высчитывают экстенсивность и интенсивность заражения каждым паразитом в отдельности для рыб каждого вида и возраста.
При осмотре кожного покрова можно видеть пигментированные пятна (черного цвета). В этих местах в толще кожи локализуются метацеркарии Posthodiplostomum cuticula. На плавниках встречаются цисты сосальщика Bucephalus.
После кожного покрова обследуют жаберный аппарат. Жаберные дужки помещают на предметное стекло, всех паразитов, видимых простым глазом, подсчитывают и фиксируют. С жаберных лепестков делают соскоб или берут жаберные дужки и с несколькими каплями воды зажимают между двумя предметными стеклами до прозрачности и исследуют под малым увеличением микроскопа.
Споровики, некоторые инфузории и личинки сосальщиков могут быть и в соединительных образованиях (бугорках); обнаружить и извлечь их можно только после разрыва стенки бугорка с помощью препаровальной иглы. В кровеносных сосудах жабр встречаются яйца сангвиникол, споры и мицелий гриба.
Глаза. Для обнаружения паразитов (личинок сосальщиков) глаза извлекают из глазных впадин, кладут на предметное стекло и вскрывают острыми ножницами с внутренней стороны. Стекловидное тело, хрусталик и содержимое передней камеры глаза помещают между двумя предметными стеклами и просматривают под малым увеличением микроскопа.
Брюшная полость. Вскрывают брюшную полость по методике, описанной в разделе “Бактериологическое исследование”, с той только разницей, что при паразитологическом исследовании нет необходимости соблюдать условия стерильности. Дугообразный разрез к основанию левого грудного плавника ведут от анального отверстия, вводят непосредственно в него тупой конец одной из бранш ножниц. Вскрытую брюшную полость осматривают, крупных паразитов (лигуна и др.) извлекают, а имеющиеся на серозных покровах и брыжейке бугорки микроскопируют.
Сердце вынимают вместе с крупными сосудами, помещают бактериологическую чашку с физилогическим раствором, вскрывают его полости, промывают образовавшийся осадок и микроскопируют на наличие возбудителя сангвиниколеза и некоторых метацеркариев.
Печень. При наружном осмотре печени можно обнаружить на ее поверхности личинок круглых червей и белые бугорки с заключенными в них личинками ленточных червей. Чтобы обнаружить паразитов, обитающих внутри печени, ее делят на небольшие кусочки, компрессируют и исследуют под лупой, а затем под малым увеличением микроскопа. Желчный пузырь вырезают, помещают на предметное стекло, разрезают ножницами, делают соскоб с внутренней оболочки стенки пузыря. Соскоб и сам желчный пузырь помещают между двумя предметными стеклами и исследуют под лупой или микроскоп. В желчном пузыре можно обнаружить простейших сосальщиков и личинок ленточных червей.
Селезенку исследуют так же, как печень.
Почки. Для обнаружения паразитов кусочки органа помещают между стеклами и исследуют под микроскопом. В почках можно найти крупных паразитов, споровики, яйца сосальщиков, занесенных током крови.
Плавательный пузырь. Наружную волокнистую оболочку плавательного пузыря снимают. Паразиты, находящиеся в его стенке и полостях. Обычно хорошо видны. Их извлекают и исследуют. Иногда берут соскоб с внутренней оболочки пузыря больной рыбы и тщательно микроскопируют.
Мочевой пузырь. Методика исследования сходна с исследованием желчного пузыря. В мочевом пузыре обнаруживают сосальщиков, споровиков и инфузорий.
Половые железы. Для обнаружения паразитов железу частями компрессируют между двумя стеклами и просматривают под микроскопом. В половых железах встречаются микроспородии и крупные плероцеркоиды, окруженные фиброматозными сумками.
Желудочно – кишечный тракт. Пищевод, желудок и кишечник извлекают, освобождают от жира, расправляют и вскрывают, начиная с пищевода. Обнаруженных крупных паразитов (ленточных и круглых червей, сосальщиков) помещают в физиологический раствор. Содержимое из разных отделов желудочно – кишечного тракта исследуют компрессорным методом под микроскопом. Затем с помощью скальпеля делают глубокий соскоб со слизистой оболочки из нескольких мест и исследуют на наличие микроскопических паразитов.
Мысшцы. Для обнаружения зараженности рыб плероцеркоидами, лентецами и другими крупными паразитами мысшцы разрезают на пластинки толщиной 5 мм и просматривают. Чтобы найти мелких паразитов, берут небольшие кусочки мышц из различных частей тела и исследуют компрессорным методом под лупой и под малым увеличением микроскопа.
Головной и спинной мозг исследуют компрессорным методом. В этих органах можно обнаружить споровиков Myxosoma cerebralis Tetrocotyle variegateu.
Хрящи. Для обнаружения возбуителя миксозомоза (вертежа лососевых) компрессорным методом исследуют черепные и межпозвоночные хрящи.
Мазки крови окрашивают азур-эозином по Романовскому – Гимзе. Готовую краску Романовского перед окрашиванием разводят нейтральной дистиллированной водой из расчета 2 – 3 капли краски на 1 мл воды.
Растворметиленовой сини перед употреблением разводят дистиллированной водой 1:10 и окрашивают мазки 30 с, затем промывают водой и дифференцируют в течении нескольких секунд 5 – 10%-ным раствором танина. Эритроциты окрашивают в красновато-фиолетовый цвет, плазма простейших кровепаразитов – в ярко-голубой, ядра лейкоцитов – в фиолетовый.
Для изучения морфологии паразитических инфузорий их окрашивают железным гематоксилином по Гейденгайну, а также гематоксицилином Делафильда или квасцовыми кармином.
Паразитических жгутинконосцев окрашивают железным гематоксилином или по Романовскому – Гимзе.
Слизистых споров окрашивают 1%-ным водным раствором метиленового синего 30 – 60 мин, затем препарат промывают в воде, последовательно проводят через спирты возрастающей крепости (70, 80, 96%-ный и абсолютный) и просветляют ксилолом.
Трематод и цестод окрашивают квасцовым кармином. Фиксированные в спирте препараты промывают в течении нескольких часов в проточной или часто сменяемой воде и помещают в краску от одной минуты до нескольких часов (в зависимости от толщины гельминта). Продолжительность окраски можно контролировать микроскопией препаратов. Окрашенные препараты переносят в дистиллированную воду, где в течении нескольких минут их тщательно отмывают от краски. Отмытых паразитов осторожно сушат фильтрованной бумагой и проводят через спирты возврастающей крепости (70, 80, 96%-ным), выдерживая в них несколько часов. Обезвоженных паразитов просветляют маслом и ксилолом.
Мелких цестод мождно окрашивать молочнокислым кармином по Блажину. Молочную кислоту разводят в 2 раза дистиллированной водой, добавляют небольшое количество кармина (в зависимости от желаемой степени окраски). Жидкость кипятят. Красить лучше свежие, нефиксированные объекты. Продолжительность окраски контролируют под микроскопом, а в случае перекрашивания объект переносят в цельную молочную кислоту для обесцвечивания. Окрашенный препарат промывают 20-60 мин водопроводной водой и помещают в бальзам.
При окраске крупных цестод этот способ модифицировали. Цестод промывают в проточной или часто сменяемой водопроводной воде при комнатной температуре летом один день, в холодное время года – 3-4 дня. Затем их помещают на 4-6 ч в краску (0,3 г кармина на 100 мл 30 %-ной молочной кислоты). Интенсивность прокрашивания контролируют под микроскопом. После этого на сутки их переносят в дистиллированную воду, в которую добавляют 3 капли раствора сернокислого железа и 2 капли 1%-ного раствора фенола. Далее цестод переносят на чистое предметное стекло, расправляют и высушивают при температуре 30-37°. Высохший очень плотно приставший к стеклу препарат заливают канадским бальзамом или канифолью, растворенной в смеси, состоящей из равных частей хлороформа и абсолютного спирта.
Для приготовления временных препаратов нематод не окрашивают, а кладут для просветления в неразведенную молочную кислоту или лактофенольный раствор (2 части глицерина, 1 часть молочной кислоты, 1 часть фенола и 1 часть воды) на 3-10 дней. Мелких гельминтов на 1-2 дня помещают в молочную кислоту (1-2 капли) и накрывают покровным стеклом.
Постоянные препараты для микроскопического исследования нематод готовят так. Фиксированных в 70 %-ном спирте живых гельминтов через сутки помещают на несколько часов (в зависимости от величины нематод) в 96 %-ный, а затем в абсолютный спирт на 3-5 мин. После этого их переносят в гвоздичное или хеноподиевое масло или карбоксилол на 2-5 мин, а затем кладут на чистое предметное стекло и заливают бальзамом.
Скребней (акантоцефалов) для изучения хоботка и крючков просветляют. Для этого их из 70 %-ного спирта переносят сначала в 50 %-ный глицерин, а затем в чистый. Структуру других органов изучают после полного обезвоживания гельминтов путем постепенного проведения их через спирты возрастающей крепости. Из абсолютного спирта гельминтов переносят на предметное стекло в каплю кедрового масла, покрывают покровным стеклом и микроскопируют.
Паразитических рачков исследуют в той же жидкости, в которой хранят. Красить их не обязательно. Иногда прибегают к окраске борным кармином, эозином, сафранином и др.
Идентификацию паразитов проводят по “Определителю паразитов пресноводных рыб СССР” (Изд-во АН СССР, 1984-1985 гг., т. 1-3).
Таблица I. Колонии бактерий, положительно реагируют на цитохромоксидазу (окрашены в сине – голубой цвет) (А); Б – определение чувствительности бактерий к антибиотикам методом бумажных дисков на агаре
Таблица II. Кровь карпа в норме: 1 – гемоцитобласт; 2 – миелобласт; 3- промислоцит; 4 – нейтрофильный миелоцит: 5 – нейтрофильный, 6, 7 – базофильные и 8 – псевдозоэозинофильный метамиелоциты; 9, 10 – налочкоядерный и сегментноядерный нейтрофилы; 11 – моноцит; 12 – 15 – лимфоциты; 16 – 21 – эритроциты
Таблица III. Вирусная геморрагическая септицемия форели (по Гиттино): 1 – анемия и кровоизлияния в жабрах; 2 – геморрагии в мышцах и висцеральной жировой ткани; 3 – множественные геморрагии в мускулатуре, плавательном пузыре
Таблица IV. Аэромоноз (краснуха) карпов: 1,2- асцитная форма; 3 – язвенная форма
Таблица V. Гиродактилез и дактилогироз рыб (А): 1 – паразиты на жабрах; 2 – гидродактилюс; 3 – дактилогирус; Б – возбудители протозоиных болезней рыб: 1 – триходина; 2 – хилодонелла; 3 – ихтиофтириус
Таблица VI. Возбудители гельминтозов рыб: 1 – ботриоцефалюс: 2 – кавиа: 3 карп со зрелыми филометроидесами
Таблица VII. Возбудители крустацеозов рыб: 1 – аргулюс: 2 – лернеа; 3 – пораженная рыба
Таблица VIII. Воспаление плавательного пузыря карпов (1); 2 – пузырь при остром и 3 – хроническом течении болезни
ПАРАЗИТАРНАЯ ЧИСТОТА РЫБ И РЫБНОЙ ПРОДУКЦИИ Текст научной статьи по специальности «Науки о здоровье»
Похожие темы научных работ по наукам о здоровье , автор научной работы — Алмухамбедова А.Р., Салтереева С.Р.
Текст научной работы на тему «ПАРАЗИТАРНАЯ ЧИСТОТА РЫБ И РЫБНОЙ ПРОДУКЦИИ»
Abstracts Nationwide scientific forum of students with international participation «STUDENT SCIENCE – 2019»
факторов, усугубляющих нервно-психическое здоровье воспитанников. Совершенствование оздоровительной работы должно включать строгое соблюдение физиолого-гигиенических регламентов, направленных на обеспечение оптимального режима дня и условий воспитания. Литература
1. Сигунова Д.А., Кузнецова У.Е. О негативном влиянии на здоровье сверхнормативного дополнительного школьного образования: бремя успеха//Студенческая наука-2018. СПб., 2018. С. 139.
2. Щерба Е.В. Здоровье и адаптация детей-инвалидов с нарушением слуха//Вестник РГМУ. 2011. Специальный выпуск № 1. С. 192.
3. Щерба Е.В. Гудинова Ж.В. Результаты лонгитудинального исследования здоровья детей с нарушением слуха в контексте оценки эффективности системы реабилитации/Современные проблемы науки и образования. 2013. № 6. С. 610-617.
влияние шума на работоспособность студентов спбгпму
Алехина А.Д., Будько А.А.
Научный руководитель: к.м.н., доцент Васильева И.В. Кафедра общей гигиены
Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет
Актуальность исследования: шум является постоянным стрессором и запускает каскад реакций организма, приводящих к снижению его резистентности. Чувство беспокойства, раздражение, головные боли, а также снижение работоспособности и качества труда являются характерным проявлением ответной реакции на шум [1].
Цель исследования: выяснить влияние шумов различной природы на работоспособность студентов
Материалы и методы: для измерения использовался шумомер testo 816-2. Измерение и оценка шума производились в соответствии с ГОСТ 12.1.036-81; 31296.1-2005; 31296.2-2006. Для оценки функционального состояния ЦНС использовались: корректурная проба «кольца Ландольта», методика Мюнстерберга, тест «запомни и расскажи».
Результаты: уровень естественного шума превышен в общежитиях № 1 и № 2. В общежитии № 3 уровень шума соответствует норме. Даже в условиях повышенного естественного шума результаты, полученные в ходе тестов, соответствуют норме. Примерно у 80% процентов испытуемых наблюдалось снижение концентрации на фоне искусственного шума.
Выводы: в результате наших исследований мы выяснили, что естественная шумовая среда, в которой испытуемый находился продолжительное время, не оказывает существенного влияния на функциональное состояние ЦНС. Но, находясь в условиях искусственно повышенной шумности, способность студентов справляться с тестами снизилась. Абсолютно все испытуемые согласились с тем, что шум помешал им эффективно пройти тесты.
1. Алексеев С.В., Львов С.Н., Васильева И.В., Бисенкова Т.Н. Гигиена трудового и профессионального обучения подростков. Учебно-методическое пособие для студентов. СПб., 1998. 45 с.
паразитарная чистота рыб и рыбной продукции
Алмухамбедова А.Р, Салтереева С.Р.
Научный руководитель: к.м.н., доцент Аракельян Р.С Кафедра инфекционных болезней и эпидемиологии Астраханский государственный медицинский университет
Актуальность исследования: в последние годы наблюдаются негативные тенденции в динамике алиментарно-зависимых заболеваний [1,2]. Рыбная продукция относится к наиболее
том 2 спецвыпуск 2019
Материалы всероссийского научного форума студентов с международным участием «СТУДЕНЧЕСКАЯ НАУКА – 2019» 313
значимым в эпидемическом плане продуктов питания, являясь источником паразитарных заболеваний [3].
Цель исследования: проанализировать санитарно-паразитологическое состояние рыбной продукции Астраханской области за период 2015-2018 гг.
Материалы и методы: исследования рыбы и рыбопродуктов проводились согласно методическим указаниям МУК 3.2.988-00 «Методы санитарно-паразитологической экспертизы рыбы, моллюсков, ракообразных, земноводных, пресмыкающихся и продуктов их переработ-
Результаты: для исследования на паразитарную чистоту были доставлены рыбы 12 отрядов, исследовались 16 видов рыбной продукции. Пробы рыбы холодного и горячего копчения, вяленая рыба, консервы, филе, стейки и фарши соответствовали гигиеническим нормативам. Наиболее часто положительные находки отмечались в мороженой (34,9%) рыбе — обнаружены метацеркарии Rossicotrema donicum, Apophallus muehlingi и Posthodiplostomum cuticol, наибольший процент положительных проб был выявлен в отряде карповых 3,6% (25 проб). В большинстве случаев рыба была поражена Apophallus muehlingi (в 72,5% от числа неудовлетворительных проб).
Выводы: мониторинг качества и безопасности позволяет выявлять и изымать из оборота не соответствующие гигиеническим требованиям партии рыбной продукции. Содержание метацеркариев обусловливает тщательную обработку рыбы, соблюдая все рекомендации. Литература
1. Аракельян Р.С., Курганова М.В., Иванова Е.С., Кузьмичев Б.Ю. Санитарно-паразитоло-гическое состояние объектов окружающей среды в 2014году // В сборнике: Профилактическая медицина как научно-практическая основа сохранения и укрепления здоровья населения. Сборник научных трудов под общей редакцией М.А. Поздняковой. Нижний Новгород, 2014. С. 121-123.
2. Бедлинская Н.Р., Аракельян Р.С., Карпенко С.Ф., Иванова Е.С., Мартынова О.В., Имамутди-нова Н.Ф., Донскова А.Ю., Калашникова Т.Д., Соколова Я.О., Кузьмичев Б.Ю., Мельникова К.Ю. Санитарно-паразитологическое состояние объектов окружающей среды Астраханской области//Пест-Менеджмент. 2016. № 3 (99). С. 5-8.
3. Иванова Е.С., Кузьмичев Б.Ю., Мартынова О.В., Имамутдинова Н.Ф., Донскова А.Ю., Аракельян Р.С. Санитарно-паразитологическое состояние объектов окружающей среды Астраханской области//Молодежный инновационный вестник. 2016. Т. 5. № 1. С. 238-239.
КАТАМНЕЗ СОСТОЯНИЯ ЗДОРОВЬЯ ДЕТЕЙ, ПРАКТИКУЮЩИХ РАННЕЕ ПЛАВАНИЕ НА ПЕРВОМ ГОДУ ЖИЗНИ (ПО ПРОГРАММЕ «УМНЫЕ РЫБКИ»)
Атаманиченко А.П., Бочарова Д.М.
Научные руководители: ассистент Козлов А.К., к.м.н., доцент Пузырев В.Г., к.м.н., доцент Бурэ Н.П., д.м.н., профессор Суслова Г.А. Кафедра общей гигиены Кафедра Реабилитологии ФП и ДПо
Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет
Актуальность исследования: в настоящее время широко дискутируется использование «раннего плавания» у детей.
Цель исследования: определение значения и отсроченного эффекта раннем плавании у детей первого года жизни.
Материалы и методы: проведен анализ катамнестических данных детей первого года жизни, практиковавших раннее плавание в клиниках СПб ГПМУ с 2016 г. по 2018 г. [1]. Были использованы результаты наблюдений за 160 здоровыми детьми, практикующие раннее пла-
Определить паразитарную чистоту пресноводных рыб. Паразитологическое исследование. Нужна помощь по изучению какой-либы темы
Начальник главного управления ветеринарии МСХ СССР
МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ
ПО ПАРАЗИТОЛОГИЧЕСКОМУ ИССЛЕДОВАНИЮ РЫБ
1. Больных или подозрительных по заболеванию инфекционными и инвазионными болезнями рыб доставляют в лабораторию в живом виде. Для исследования отбирают 15 – 20 рыб с явно выраженными клиническими признаками болезни.
2. Рыб перевозят в чистых молочных бидонах, ваннах или других емкостях, предназначенных для перевозки живой рыбы, заполненных на 3/4 объема водой из того же водоема, откуда взята рыба, или из артезианской скважины. Рыба, доставленная в лабораторию в бумаге, марле и др. упаковочных материалах, для исследования непригодна.
Летом при длительной транспортировке воду с рыбой постепенно охлаждают до температуры 12 – 15 °С, добавляя кусочки льда. Чтобы не вызвать температурного шока и простудных явлений, нельзя пересаживать рыбу в воду, имеющую температуру ниже, чем в водоеме (на 7 °С и более).
3. При отсутствии возможности доставить живую рыбу, у крупных рыб берут кусочки пораженных органов и тканей, помещают их в стерильную стеклянную посуду, заливают стерильным 40 %-ным водным раствором глицерина, закрывают пробкой, заливают пара фоном и направляют с нарочным в лабораторию. Жидкий патологический материал (кровь, экссудат и др.) доставляют в лабораторию в запаянных стерильных пастеровских пипетках. Летом патологический материал пригоден для бактериологического исследования в течение 2 часов после его взятия. Зимой патологический материал можно посылать замороженным,
4. Для вирусологического исследования живых рыб помещают в двойной полиэтиленовый пакет, заполненный водой на 1/3 объема. В наружный пакет для охлаждения воды кладут лед. Пакет помещают в ящик, отправляют с нарочным в лабораторию. Мертвая рыба направляется только в том случае, если она погибла после отлова перед отправкой в лабораторию. Такую рыбу кладут в полиэтиленовый пакет, который помещают в термос или пакет со льдом. При направлении рыбы для исследования на вирусоносительство берут, с соблюдением правил асептики, внутренние органы (можно объединять органы от пяти рыб в одну пробу) и помещают в стерильный флакон, который плотно закрывают резиновой пробкой. Флакон помещают в термос или полиэтиленовый пакет со льдом.
В тех случаях, когда невозможно направить материал немедленно, его можно хранить в холодильнике при температуре не выше +4 °С не более суток. Патологический материал от больных рыб или подозреваемых в заболевании вирусной этиологии можно консервировать 50 %-ным фосфатно-буферным раствором глицерина pH 7,2 – 7,4.
4.1. Вирусная геморрагическая септицемия (ВГС). У производителей и ремонтной форели отсасывают из брюшной полости шприцем с иглой перитонеальную жидкость, сливают ее в стерильную пробирку с резиновой пробкой и направляют в ветеринарную лабораторию.
При подозрении на вирусную геморрагическую септицемию патматериал 50 %-ным фосфатно-буферным раствором не консервируют, а отправляют в пакетах со льдом.
4.2. Инфекционный некроз гемопоэтической ткани (ИНГТ). В лабораторию посылают от рыб маточного поголовья внутренние органы, а в период нереста – овариальную жидкость вместе с икрой, которые помещают в стерильные флаконы или пробирки с резиновыми пробками и отправляют в термосе или полиэтиленовом пакете со льдом.
4.3. Инфекционный некроз поджелудочной железы (ИНПЖ). От производителей и ремонтной рыбы берут перитонеальную жидкость, которую набирают из брюшной полости шприцем с иглой, сливают ее в стерильную пробирку с резиновой пробкой. Для исследования в период между сезонами нереста от производителей берут фекалии, пробы которых перевозят в термосе со льдом в стерильных пробирках или флаконах, закрытых резиновыми пробками.
5. Материал для патологического исследования берут от больных снулых рыб. Мелких рыб (мальки и сеголетки) после вскрытия брюшной полости фиксируют целиком, а от крупных берут органы или кусочки органов размером 2×3 см и толщиной 0,5 – 1,0 см.
Кусочки из пораженных органов и тканей вырезают так, чтобы были захвачены нормальные и пораженные участки.
Независимо от степени поражения берут кусочки из различных органов: кожи с подлежащей мускулатурой, жабр, печени, почек, селезенки, сердца, кишечника, плавательного пузыря, головного мозга.
Кишечник перед фиксацией осторожно вскрывают или делают на нем несколько надрезов, чтобы фиксирующая жидкость проникла в его полость. Головной мозг осторожно извлекают целиком после вскрытия черепной коробки. Подлежащий исследованию материал помещают в широкогорлую стеклянную банку и фиксируют обычным способом.
Для гистохимических исследований патологический материал фиксируют так: его тотчас помещают в фиксирующую жидкость, объем которой должен в 10 раз превышать объем взятого материала. В качестве фиксирующей жидкости лучше всего использовать 10 %-ный водный раствор продажного формалина или 96 %-ный этиловый спирт. При применении спирта толщина кусочков ткани не должна превышать 0,5 см.
Фиксирующую жидкость во всех случаях через сутки необходимо заменить свежей.
Патологический материал фиксируют в стеклянной посуде.
Головной, спинной мозг фиксируют в 10 %-ном нейтральном формалине. Формалин нейтрализуют прибавлением в продажный формалин сухого мела или углекислого магния до 1/10 – 1/20 его объема. Для фиксации кусочков мозга можно использовать также 96 %-ный этиловый спирт, жидкость Карпу а пли смесь Буэна.
6. Кровь для исследования берут из хвостовой артерии или из сердца. Чешую на месте взятия крови слущивают скальпелем, кожу вытирают от слизи и дезинфицируют 70 %-ным спиртом. Кровь насасывают в пастеровскую пипетку, затем переносят на часовое стекло и быстро отбирают количество, необходимое для гематологических исследований (подсчета количества форменных элементов, определения гемоглобина, приготовления мазков и т.д).
7. Для биохимических исследований цельную кровь предохраняют от свертывания, добавляя к ней лимоннокислый или щавелевокислый натрий (на 1 мл 2 мг), или 1 – 2 %-ный раствор гепарина (на 1 мл от 0,01 до 0,02 мл), и доставляют в лабораторию в герметически закрытых стеклянных сосудах (пробирках), снабженных этикеткой.
Сыворотку крови для биохимических исследований получают так: взятую кровь выдерживают около часа при 20 – 30 °С для свертывания. Затем сгусток крови отделяют от стенок пробирки стальной спицей (проволокой), которую дезинфицируют раствором карболовой кислоты или обжигают на пламени после каждой пробы, после чего пробирки выдерживают при 4 – 10° С. Через 18 – 24 часа отстоявшуюся сыворотку в количестве 2 – 3 мл сливают в сухие стерильные пробирки (лучше пробирки Флоринского), которые маркируют так же, как пробирки с кровью, и направляют в лабораторию в свежем или консервированном виде.
Пробирки с сыворотками закрывают стерильными резиновыми пробками и устанавливают для пересылки в вертикальном положении (пробирки Флоринского – в одноименных штативах).
8. При подозрении на инвазионные болезни у крупных рыб извлекают пораженные паразитами органы и ткани (жабры, кишечник, печень и др.) и посылают для исследования законсервированными в банках, мелких рыб – целиком.
Целых рыб или кусочки органов и тканей консервируют в 70 %-ном этиловом спирте или 4 %-ном растворе формалина.
9. Обнаруженных при клиническом осмотре и паразитологическом вскрытии рыб паразитических организмов помещают в пробирки или флаконы с консервирующей жидкостью.
Паразитических простейших наносят на покровное или предметное стекло и, не давая мазку подсохнуть, спускают в жидкость Шаудина (50 мл насыщенного раствора сулемы и 25 мл абсолютного спирта) на 20 минут. Маленькие кусочки пораженных паразитами тканей и органов фиксируют указанной смесью в течение 30 – 120 минут. Затем стекло промывают несколько раз водой и 70 %-ным спиртом и сохраняют в нем до исследования. Влажные мазко, кусочки органов и тканей рыб с паразитами можно фиксировать также в жидкости Буэна. Фиксация мазков 1 – 20 минут, кусочков – 1 – 12 часов.
Гельминтов, прежде, чем консервировать, тщательно промывают в воде или физиологическом растворе.
Моногенетических сосальщиков (дакгилогирус, гиродактилус и др.) консервируют в 4 %-ном растворе формалина.
Трематод и мелких цестод помещают на предметное стекло, накрывают покровным стеклом или куском предметного стекла (для нежного прессования), заливают 70 %-ным спиртом и оставляют на несколько часов. После этого гельминтов перекладывают при помощи кисточки в пробирку (флакон) со спиртом. Одновременно часть умерщвленных в физиологическом растворе трематод (цестод), не подвергая прессованию (для сохранения естественной формы), помещают в пробирку с 70 %-ным спиртом.
Нематод и личиночные стадии цестод консервируют в жидкости Барбагалло.
Крупных ленточных гельминтов после умерщвления в физиологическом растворе помещают в 70 %-ный спирт.
При консервировании скребней в 70 %-ном спирте добиваются выдавливания хоботка из влагалища путем слабого прессования передних концов с помощью покровных стекол.
малина и сразу же переносят для хранения в 70 %-ный спирт.
Пиявок фиксируют в 1 – 2 %-ном растворе формалина.
10. При подозрении на отравление рыб отбирают пробы воды из водоема непосредственно на месте гибели рыбы, сточные воды промышленных предприятий и сельскохозяйственных объектов, находящихся вблизи водосборной площади данного водоема.
10.1. Для гидрохимического и химико-токсикологического исследований пробы воды из водоемов берут в количестве 2 – 3 л каждая, батометром из поверхностных (на глубине 30 – 50 см от зеркала воды) и глубинных слоев (не менее 10 – 15 см от дна), не допуская взмучивания грунта, так, чтобы проба соответствовала всей массе исследуемой воды. Из проруби пробу воды берут на глубине 10 – 15 см от нижней поверхности льда. При отборе проб необходимо исключить элементы случайности (временная взмученность воды, поверхностный слой воды со случайным загрязнением).
В проточном водоеме пробы берут на быстринах, перепадах, водосборах и водоспусках. Из больших водоемов пробы берут в нескольких местах с учетом гидробиологических особенностей каждого участка (заросли, заболоченные участки, плесы и т.д.), в однотипных по гидробиологическим условиям водоемах – в одном-двух местах, на расстоянии 3 – 4 м от берега.
10.2. Вблизи сельскохозяйственных объектов, промышленных предприятий и мест сброса коммунально-бытовых сточных вод, пробы воды берутся на условно чистом участке выше источника загрязнения; в месте поступления сточных вод и на различном расстоянии в нескольких точках ниже места выпуска стоков.
На промышленном предприятии отбирают среднесуточные пробы (2 – 3 л) воды общего выпуска.
10.3. Воду для анализа отбирают в чисто вымытые (без мыла) склянки. Перед наполнением склянку промывают 2 – 3 раза исследуемой водой. При транспортировке проб зимой их нужно утеплить. Если доставка в лабораторию в теплое время займет свыше суток, взятые пробы консервируют. Для этого в пробу, предназначенную для определения взвешенных веществ, нитритов, нитратов, фосфатов на каждый литр воды добавляют 2 мл хлороформа и хорошо взбалтывают. В порцию, предназначенную для определения аммиака, окисляемости, хлоридов на 1 л добавляют 2 мл 25 %-ной серной кислоты. Третью часть пробы для химического анализа на токсические компоненты сточных вод не консервируют.
11. Для химико-токсикологических исследований в лабораторию доставляют живых или недавно погибших рыб, не менее 5 экземпляров каждого вида. Одновременно направляют рыб того же вида из благополучного водоема для контрольных исследований. Если доставить живых или свежеуснувших рыб невозможно, а также в теплое время года, рыб охлаждают на льду, промораживают или консервируют спиртом-ректификатом. Другие вещества для консервирования использовать нельзя. Вместе с пробами высылают 50 – 100 мл консерванта.
12. Грунт для исследований берут в количестве 2 кг с поверхности дна водоема дночерпателем Экмана или Кирпичникова. Пробы отбирают выше предполагаемого источника загрязнения, в месте поступления сточных вод и на различном расстоянии в нескольких точках ниже места выпуска стоков – на течении и в застойных зонах (ямах, бочагах, низинах). Грунт высушивают на воздухе, растирают в ступке, просеивают через мелкое сито и упаковывают в широкогорлые банки или полиэтиленовые мешочки по 50 г каждый.
13. Планктон берут планктонной сеткой. Для этого 50 – 100 л воды пропускают через сетку и собирают планктон.
14. Материал для исследования на отправление собирают комиссионно с участием ветврача-ихтиопатолога, специалиста органов рыбохраны водного хозяйства, санитарно-эпидемиологической станции и представителя местной администрации.
Весь материал (пробы воды, грунта, планктона и рыб) упаковывают в водонепроницаемую тару, опечатывают и вместе с актом комиссии направляют в лабораторию с нарочным.
Источники:
http://ribovodstvo.com/books/item/f00/s00/z0000003/st012.shtml
http://cyberleninka.ru/article/n/parazitarnaya-chistota-ryb-i-rybnoy-produktsii
http://files.stroyinf.ru/Data2/1/4293741/4293741998.htm